L’objectif de cette étude était d’évaluer les effets d’une administration d’acide ascorbique (AA) sur le taux de fécondation de brebis dont les chaleurs étaient induites par deux traitements à base de progestogènes. Des brebis de race Yankasa (n = 64) ont été réparties de façon égale en deux groupes. Dans l’un, les brebis ont été traitées avec un dispositif intravaginal de libération continue du médicament (CIDR). Dans l’autre, les brebis ont été traitées avec 45 mg d’acétate de fluorogestone (FGA) au moyen d’une éponge vaginale. Après le retrait des progestogènes, les brebis de chaque groupe exprimant des chaleurs ont été réparties en quatre sous-groupes : CIDR témoin (CDNN, n = 12), CIDR plus AA (CDAA, n = 11), FGA témoin (FGNN, n = 13) et FGA plus AA (FGAA, n = 12). La détection des chaleurs a été réalisée au moyen de béliers sexuellement actifs et laissés libres de s’accoupler avec les femelles. Le taux d’expression des chaleurs n’a pas différé entre les sous-groupes. L’intervalle entre le retrait des dispositifs et l’apparition des chaleurs a été significativement (p < 0,05) plus court chez les brebis du groupe FGA que chez celles du groupe CIDR (respectivement 30,35 ± 2,72 et 48,56 ± 7,52 heures). La durée de l’oestrus n’a pas différé (p < 0,05) entre les traitements (FGA 37,22 ± 4,22 et CIDR 39,75 ± 2,51 heures). Les taux de fécondation ont été comparables entre sous-groupes. En conclusion, l’administration d’AA lors du retrait des dispositifs progestogéniques n’a pas amélioré le taux de fécondation des brebis Yankasa.
The study was conducted to evaluate the effects of simplifying pFSH (Folltropin-V®) protocol on ovarian follicular turnover in Yankasa ewes. Fifteen Ewes were synchronized for estrus with double injections of 10 mg Dinoprost tromethamine (Lutalyse®) on day 0 and day 10 and randomly allocated to 3 groups. {Cn; control (n= 5, No FSH treatment), F 1 (n=5 received FSH once daily) and F 2 (n=5, received FSH twice daily at 12 hr. interval)}. Folltropin-V® treatments commenced on Day 8 (equivalent to 80 mg, in decreasing doses over 3 days). Blood samples were collected an hour before and after 1st injection of FSH, then every 12 h over the course of treatment, and then every day till end of estrus. Serum was extracted and assayed for estradiol-17β. Ultrasonic scanning of the ovaries was conducted on day 11. Follicles were counted, measured and classified. Onset of estrus was earlier in F 2 than F 1 being 16.8 ± 5.0 h and 27.6 ± 4.0 h, respectively. Duration of estrus was shortest for F 1 (39.2 ± 11.8 h) and F 2 (47.6 ±10.6 h). Estradiol-17β concentrations were elevated in the F 1 than F 2 1 h after 1st FSH administration, but it was not significant (P > 0.05). Estradiol-17β in F 2 (2.7 ± 0.52 pg/ml) was higher than F 1 (1.64 ± 0.48 pg/ml) and this was not significant (P > 0.05). A significantly higher number (P < 0.05) of small follicles < 2 mm were observed in F 2 (3.6 ± 3.4) than F 1 (0.6 ± 0.9). Medium sized follicles 3 mm -4.5 mm was higher (P > 0.05) in F 2 (2.4 ± 2.6) than F 1 (0.6 ± 0.9). Number of large follicles >4.5 mm were similar (P > 0.05) being 2.4 ± 2.3 and 1.4 ± 1.2 in F 2 and F 1 respectively. Both single and double daily FSH protocols were equally efficient in inducing multiple follicular developments.
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