Effects of TaPHS1 and TaMKK3-A Genes on Wheat Pre-Harvest Sprouting Resistance

Abstract

Pre-harvest sprouting (PHS) constrains wheat production worldwide by reducing both wheat grain yield and end-use quality. TaPHS1 on wheat chromosome 3AS and TaMKK3-A on chromosome 4AL are two cloned genes with major effects on PHS resistance and they are independent from grain color (GC). In this study, we used marker-assisted backcrossing (MAB) to introgress TaPHS1 and TaMKK3-A from two PHS resistant sources-'Tutoumai A' and 'AUS1408 -into a sprouting-susceptible white wheat line, NW97S186. Progeny were tested in four environments to investigate individual and combined effects of those two genes. TaPHS1 significantly reduced PHS and its effect on PHS varied with environments and gene sources. In contrast, the TaMKK3-A gene also significantly reduced PHS but its effectiveness was influenced by environments. The two genes had additive effects on PHS resistance, indicating pyramiding those two quantitative trait lici (QTLs) could increase PHS resistance. The additive effects were greater in a mild environment, such as a greenhouse, than in a dry and hot environment during maturation.

Pre-harvest sprouting in wheat: current status and future prospects

“…Pre-harvest sprouting observed across all the major wheat growing regions in the world (Cabral et al, 2014), especially in the locations witnessing frequent rainfall and high humidity during late season or prior to harvest (Zhang et al, 2017a). The PHS causes reduction in both wheat grain yield as well as end-use quality (Lin et al, 2018). Pre-harvest sprouting have been reported in most of the cereals crop viz., maize, wheat, rice, barley and sorghum (http://www.fao.org/faostat/en/#compare, 2019) from most of the regions of the world including Japan, China, India, the United States, Canada, Australia, North Africa, and throughout Europe (Biddulph et al, 2007;Nakamura, 2018).…”

First the seed: Genomic advances in seed science for improved crop productivity and food security

“…In wheat, TaPHS1 on chromosome 3AS and TaMKK3-A on chromosome 4AL contribute to PHS resistance, independent of seed color. Using marker-aided backcross breeding, Lin et al (2018) introduced TaPHS1 and TaMKK3-A into a sprouting susceptible wheat line, NW97S186. TaPHS1 significantly reduced PHS; however, its effect on PHS varied with environments and gene sources.…”

“…Using marker‐aided backcross breeding, Lin et al. (2018) introduced TaPHS1 and TaMKK3‐A into a sprouting susceptible wheat line, NW97S186. TaPHS1 significantly reduced PHS; however, its effect on PHS varied with environments and gene sources.…”

Relationship between the allelic variations at the<italic> Ppo-A1 </italic>and <italic>Ppo-D1</italic> loci and pre-harvest sprouting resistance in wheat

“…产量的 17% [1] 。穗发芽是限制小麦产量和品质的重 要自然灾害之一, 在小麦主产国频繁发生 [2] 。穗发芽 可导致小麦价格降低 20%~50%, 全球每年因穗发芽 损失高达 10 亿美元 [3] 。我国 83%的小麦种植地区受 到不同程度的穗发芽影响 [4] 。近年来, 收获期间的极 端天气导致穗发芽频发, 例如 2013、2015 和 2016 年小麦主产区黄淮冬麦区和长江中下游冬麦区穗发 芽大面积发生, 对小麦生产造成严重影响 [5] 。因此, 提高品种的穗发芽抗性成为我国小麦主产区的重要 育种目标。 小麦穗发芽抗性是由多基因控制的复杂数量性 状 [6][7] , 受环境因素影响大, 分子标记辅助选择能够 提高小麦抗穗发芽育种的选择效率。目前, 已经定 位了 42 个与穗发芽抗性相关的 QTL [3,8] 。其中, 位 于第二、三部分同源群染色体和 4A 染色体上的 6 个 穗 发 芽 抗 性 基 因 TaSdr [9] 、 TaMFT-3A [10] 、 Tamyb10 [11] 、 TaDFR [12] 、 TaVp1 [13] 和 TaMKK3-A [14] 已经被克隆并开发出相应的功能标记。Lin 等 [15] 利 用含有 TaMFT-3A 和 TaMKK3-A 抗性等位变异的小 麦品种 Tutoumai 分别与 AUS1408 和 NW97S186 杂 交并回交构建 BC 2 F 2:3 群体, 发现 TaMFT-3A 基因在 不 同 的 环 境 下 能 够 降 低 发 芽 率 8.3%~29.0%; TaMKK3-A 基因可降低发芽率 6.7%~27.6%; 2 个基因 的聚合体可使发芽率降低 9.0%~49.2%。 多酚物质的减少或缺失导致无原花色素大麦突 变体休眠期缩短、吸水性增强, 从而加重穗发芽发 生 [16] 。在小黑麦休眠种子中酚类物质含量较高, 而 在发芽的种子中明显较低, 表明酚类物质能够抑制 穗发芽的发生 [17] 。此外, 在甜樱桃 [18] 、苜蓿 [19] 和藏 红花 [20] 等植物上也证实穗发芽抗性与酚类物质含 量呈显著正相关。 小麦 PPO 可以催化酚类的羟基转 化为醌或者催化多酚类变为氧化醌 [21] 。醌类物质因 其较强的电化学性质而发生的自动氧化反应, 是导 致小麦面粉食品加工储藏过程中发生褐变的主要原 因 [22] 。 有研究发现 PPO 活性与小麦穗发芽抗性有关, 并提出 PPO 活性可作为穗发芽抗性筛选的指标 [23][24] , 但这需要更多品种和遗传群体验证, 加之 PPO 活性 的测定耗时耗力, 因而这个指标难于用于育种后代 规模化选择。 控制小麦 PPO 活性基因主要包括位于 2AL 和 2DL 染色体上的 Ppo-A1 和 Ppo-D1 [25][26] 。 Ppo-A1 基 因内含子 191 bp 的插入缺失(InDel)与 PPO 活性密切 相关, STS 标记 PPO18 可用来检测高、低 PPO 活性 等位变异 Ppo-A1a 和 Ppo-A1b [25] 。针对 Ppo-D1 基 因开发的一对显性互补 STS 标记 PPO29 和 PPO16, 性 5 s, 60℃延伸 30 s, 40 个循环。Actin 基因作为内 参基因, 采用 2 −ΔΔCT 方法 [30] 计算 Ppo-A1 和 Ppo-D1…”

“…PPO 活性测定发现, 携带 Ppo-D1a 等位 变异的品种为 12.18, Ppo-D1b 等位变异的品种为 13.91, 两者间无显著差异。由此可见, Ppo-D1 位点 效应较小, 并且不同等位变异间 PPO 活性无明显差 异, 可能是导致该位点不同等位变异间穗发芽抗性差异不显著的主要原因。Nilthong 等[32] 发现, Ppo-A1 位点杂合基因型PPO 活性介于两种纯合基因型之间, 尽管略高于双 亲的平均值, 但明显低于纯合 Ppo-A1a 基因型。在 轮选 13 × 济麦 20 群体中, 纯合高 PPO 活性等位变 异 Ppo-A1a 基因型和杂合基因型材料的发芽指数相 近 , 而 且 均 显 著 高 于 纯 合 低 PPO 活 性 等 位 变 异 Ppo-A1b 基因型, 由此可见, 杂合基因型发芽指数明 显偏离中亲值, 具体原因有待进一步研究。但值得 注意的是在轮选 13 × 济麦 20 F 2 和 F 2:3 群体中杂合 基因型均表现出与纯合高 PPO 活性 Ppo-A1a 基因型 相近的高发芽指数, 高 PPO 活性 Ppo-A1a 基因表现 出显性效应。 方差分析发现, Ppo-A1 × Ppo-D1 互作均方显著, 表明两个位点共同影响穗发芽抗性, 但 4 种等位变 异组合发芽指数比较分析发现, 2 个低 PPO 活性等位 变异组合品种 Ppo-A1bPpo-D1a (64 份, 46.30%)的发 芽指数并非最低, 而是组合 Ppo-A1bPpo-D1b (71 份, 42.52%)的发芽指数最低, 且分别低于携带等位变异 Ppo-A1b (44.31%)和 Ppo-D1b (45.90%)品种在单个 位点的发芽指数; 加之在单个位点, 等位变异 Ppo-A1b 和 Ppo-D1b 相对于同一位点另一个等位变异具 有更好的穗发芽抗性。由此可见, Ppo-A1bPpo-D1b 组合具有更低的发芽指数可能是等位变异 Ppo-A1b 和 Ppo-D1b 的累加效应造成的结果。 降低 PPO 活性是重要的小麦品质育种目标, 根 据 Ppo-A1b 优良等位基因开发的功能标记已经用于 低 PPO 活性材料筛选[34] 。本研究表明, Ppo-A1b 功 能标记可以同时用于穗发芽抗性的选择, 为选育优 质、抗穗发芽品种提供了重要信息。抗穗发芽基因 的分子标记辅助选择技术在许多国家的小麦育种中 广 泛 应 用[15,35] , 选 择 同 时 具 有 抗 穗 发 芽 基 因 和 低 Ppo-D1 位点发芽指数受年份、Ppo-A1 位点以 及 Ppo-A1 × Ppo-D1 互作共同影响。Ppo-A1 位点不 同等位变异间穗发芽抗性差异显著; Ppo-D1 位点等 位变异间发芽指数没有显著差异。4 种等位变异组 合品种中, 具有 Ppo-A1bPpo-D1b 的品种发芽指数 最低(42.52%), Ppo-A1bPpo-D1a 组合次之(46.30%)。 轮选 13 × 济麦 20 遗传群体研究结果进一步证明低 PPO 活性等位变异 Ppo-A1b 与穗发芽抗性显著相关, 这个等位变异分子标记可用于穗发芽抗性育种的分 子标记辅助选择。…”